Sono dette tali le tecniche che usano l'interazione delle radiazioni elettromagnetiche con un campione per ottenere una sua analisi.
I dati vengono ottenuti come spettri.
Lo spettro viene rappresentato come un grafico che riporta l'energia emessa o assorbita in funzione della lunghezza d'onda o di un altro parametro elettromagnetico (la massa, il momento, la frequenza, etc..).
La luce, il calore e altre radiazioni elettromagnetiche sono onde elettromagnetiche che viaggiano alla velocità di 3 x 108 m s-1 .
Un'onda elettromagnetica è costituita da un campo elettrico e uno magnetico che viaggiano insieme l'uno perpendicolarmente all'altro.
Oltre alla luce, anche le radioonde, le microonde e i raggi X sono onde elettromagnetiche.
Un'onda elettromagnetica può essere definita in termini di frequenza della sua oscillazione, indicata con la lettera greca nu (n ). L'onda si muove lungo una linea retta con una velocità costante, indicata con c se si muove nel vuoto. La distanza tra due successivi picchi dell'onda è detta lunghezza d'onda, l .
La lunghezza d'onda è determinata dall'energia contenuta in un quanto. La luce infatti può essere anche descritta come un "treno" di quanti o fotoni.
La relazione che lega l'energia dell'onda elettromagnetica e i suoi parametri:
| E= hc/λ = hn |
dove |
h = costante di Planck c = velocità della luce nel vuoto λ = lunghezza d'onda n = frequenza |
Lo spettro elettromagnetico copre un 'enorme range di lunghezze d'onda, dalle più corte alle più lunghe.
La spettroscopia si basa sul fatto che le molecole interagiscono con le radiazioni di diversa lunghezza d'onda e queste interazioni originano spettri in regioni diverse. Lo spettro come già enunciato viene rappresentato come un grafico che riporta l'energia emessa o assorbita in funzione della lunghezza d'onda o di un altro parametro elettromagnetico (la massa, il momento, la frequenza, etc..). La strumentazione richiesta per gli studi spettroscopici è diversa per ogni regione dello spettro elettromagnetico.
La spettroscopia è l'uso dell'assorbimento, dell'emissione o dello scattering della radiazione elettromagnetica da parte della materia per studi quantitativi o qualitativi della materia o per studiare processi fisici. La materia possono essere atomi, molecole, ioni atomici o molecolari, solidi. L'interazione della radiazione con la materia può causare deviazione della radiazione e/o transizioni tra livelli energetici degli atomi e delle molecole.
Che informazioni si ottengono?
Uno spettro può essere usato per ottenere informazioni sui livelli energetici atomici e molecolari, sulle geometrie molecolari (accessibilità di residui ionizzabili ad esempio), sui legami chimici, le interazioni tra molecole.
Gli spettri elettronici sono dovuti a transizioni di livello energetico da parte degli elettroni più esterni di un atomo. Essi sono prodotti nelle regioni dell'ultravioletto e nel visibile e sono anche accompagnati, di solito, da variazioni di livello energetico rotazionale e vibrazionale.
Gli spettri di fluorescenza sono dovuti al medesimo tipo di transizioni energetiche.
Gli spettri vibrazionali e rotazionali si originano grazie alle transizioni tra livelli energetici vibrazionali
Gli spettri di risonanza magnetica e paramagnetica elettronica originano dalle variazioni dell'orientamento di spin in un campo magnetico rispettivamente di un nucleo e di un elettrone.
Nei termini più semplici, quindi, la spettroscopia richiede una fonte energetica (comunemente un laser) e un qualcosa che misuri il cambiamento dell'energia irradiata dopo che questa ha interagito col campione (spesso uno spettrofotometro o interferometro).
Quanti tipi di spettroscopia esistono?
Sono diversi come diversi possono essere le fonti di energia da utilizzare. Qui in basso una lista tratta da http://chemistry.about.com/
|
Astronomical Spectroscopy Energy from celestial objects is used to analyze their chemical composition, density, pressure, temperature, magnetic fields, velocity, and other characteristics. There are many energy types (spectroscopies) that may be used in astronomical spectroscopy. Atomic Absorption Spectroscopy Attenuated Total Reflectance Spectroscopy Electron Paramagnetic Spectroscopy Electron Spectroscopy Fourier Transform Spectrosopy Gamma-ray Spectroscopy Infrared Spectroscopy Laser Spectroscopy Mass Spectrometry Multiplex or Frequency-Modulated Spectroscopy Raman Spectroscopy X-ray Spectroscopy |
La spettroscopia d'assorbimento molecolare nel visibile e nell'ultravioletto
Dal momento che la luce colpisce il campione e si vuole misurare il cambiamento di essa in seguito all'evento, bisogna conoscere le leggi dell'assorbimento della luce.
Le leggi dell'assorbimento della luce
La trasmittanza: è la frazione di radiazione che attraversa un mezzo che assorbe in modo uniforme.
T= I/I0 = radiazione trasmessa/radiazione incidente
L'assorbanza: è l'entità della radiazione assorbita, detta anche estinzione, è uguale al logaritmo del reciproco della trasmittanza.
A = E = log 1/T = log I0/I
Il coefficiente di estinzione molare: corrisponde all'assorbanza di una soluzione 1M di un composto puro in condizioni standard di solvente, temperatura e lunghezza d'onda.
La legge di Lambert-Beer: esprime la relazione tra assorbanza, concentrazione della sostanza, spessore del campione.
A = ελ c d dove
ελ = il coefficiente di estinzione molare della sostanza che assorbe la luce ad una data lunghezza d'onda λ
c = concentrazione della sostanza
d = cammino ottico della radiazione nella soluzione
NOTA: è l'equazione di una retta
Sono comunque possibili deviazioni da questa legge.
Deviazioni positive, dovute a : 1) aumento della concentrazione 2) aggregazione e scattering (dispersione)
Deviazioni negative, dovute a: 1) aumento della concentrazione 2) denaturazione a basse concentr. di proteine.
Lo spostamento del massimo a λ maggiori (verso il rosso) è detto effetto batocromico.
Lo spostamento del massimo a λ minori (verso il blu) è detto effetto ipsocromico.
Incremento del massimo di assorbimento: effetto ipercromico.
Decremento del massimo di assorbimento: effetto ipocromico.
Lo spettrofotometro - la spettrofotometria nell'ultravioletto e nel visibile
Schema di uno spettrofotometro monoraggio
L1 ed L2 sono le due sorgenti luminose, una lampada ad idrogeno o deuterio per l'ultravioletto ed una al tungsteno per il visibile.
Nella figura i raggi vengono convogliati da delle lenti, ma negli strumenti più moderni si preferiscono gli specchi perchè meno costosi e perchè si ha minor perdita di radiazione.
M è il monocromatore che consente, partendo da una sorgente di radiazione policromatica, di ottenere un fascio di radiazione monocromatica e parallela: in teoria una radiazione composta da una sola lunghezza d'onda. Il monocromatore può essere un prisma come in figura o un reticolo di diffrazione.
F1 ed F2 sono due fenditure che contribuiscono ad ottenere una luce monocromatica.
S è la slitta che porta gli alloggiamenti per le cuvette nelle quali viene posto il campione da analizzare.
V è la cella fotoelettrica. La spettrofotometria si basa infatti sul fatto che il potenziale in una cella fotoelettrica è proporzionale all'intensità della radiazione che arriva alla fotocella stessa. Le fotocelle convertono i quanti della radiazione luminosa in energia elettrica che può poi essere amplificata, rilevata e registrata.
le cuvette:
|
|
|
quando si lavora nell'ultravioletto si devono utilizzare cuvette di quarzo o di silice perchè sono trasparenti a lunghezze d'onda superiori ai 180 nm
quando invece si lavora nel visibile si possono utilizzare quelle di vetro o plastica poichè assorbono le radiazioni al di sotto dei 340 nm.
affinchè la misura sia accurata si deve sempre verificare che le due cuvette appartengano alla stessa serie ottica.
per tarare lo strumento a zero di estinzione bisogna predisporre una cuvetta di riferimento otticamente identica a quella di misura e con il medesimo solvente.
spettrofotometri speciali: spettrofotometri a doppio raggio
Possono eseguire sia uno spettro sia misurare variazioni di assorbanza. La principale differenza rispetto a quelli monoraggio è la presenza di un componente che sdoppia il raggio, per cui è possibile avere il confronto simultaneo tra assorbimento della cuvetta contenente il campione e cuvetta di riferimento.
La colorimetria
è in biochimica tra le applicazioni più importanti dello spettrofotometro. Numerose sostanze non hanno un coefficiente d'estinzione significativo nel visibile, ma possono reagire quantitativamente con un'altra sostanza a formare un prodotto colorato.
Questa proprietà viene sfruttata per la determinazione quantitativa di tali sostanze.
La formazione del prodotto colorato (cromoforo) deve avvenire in condizioni standardizzate secondo un rapporto stechiometrico con la sostanza e si misura quindi l'estinzione dei campioni rispetto a quella di un bianco, contenuto nella cuvetta di riferimento e costituito da tutti i reagenti tranne la sostanza da determinare.
E' necessario prima della misurazione dei vari campioni azzerare contro il bianco.
Si pongono poi i valori delle varie letture in funzione della quantità o della concentrazione della sostanza in esame che forma il prodotto colorato.
Questo grafico è la curva di taratura. A questo punto è possibile dosare quantità ignote della sostanza facendo avvenire la reazione colorimetrica nelle stesse condizioni, misurando l'estinzione ed estrapolando l'altro valore dalla curva di taratura.
Normalmente si usa l'albumina di siero bovino (BSA) per la costruzione della curva di taratura ed il Comassie Brilliant Blue come colorante specifico per le proteine. Lo spettro di questo cromoforo presenta un massimo a 465 nm a pH acido.
Il suo complesso con le proteine presenta invece un massimo a 595 nm a pH acido.
Il metodo Bradford
Questo metodo è molto popolare perchè semplice, rapido, economico e sensibile. Esso si basa sull'azione del Coomassie brilliant blue G-250 (CBBG) che si lega specificatamente a residui di arginina, triptofano, tirosina, istidina e fenilalanina. Da notare che agisce primariamente con i residui di arginina ( 8 volte più che con gli altri residui elencati) quindi se si ha una proteina ricca in arginina è preferibile utilizzare uno standard che sia anch'esso ricco in arginina. Il CBBG si lega a questi residui in una forma anionica, con assorbanza massima a 595 nm. Il colorante nella soluzione madre si trova infatti in forma cationica che ha un massimo di assorbanza a 470 nm.
E' da sottolineare che gli spettri di assorbimento delle due forme del colorante si sovrappongono. Questo fa si che il saggio non risponda in modo lineare nella curva standard. Quando viene tracciata la curva si nota infatti che una curva di secondo ordine si adatta meglio di una curva lineare. Il saggio risulta lineare a concentrazioni basse della proteina. Bradford stesso sottolinea che il saggio non sia lineare nell'intero range dell'articolo originale.
Typical Bradford Assay Standard Curve
Una parte cruciale di questo saggio è il bianco. Dal momento che il saggio non risponde linearmente è molto importante "bloccare" il punto zero. Dal momento che questo punto è molto importante per la curva è fortemente raccomandato che vengano eseguiti almeno due bianchi.
La scelta dello standard per questo tipo di saggio è cruciale per il suo successo. Molti ricercatori hanno notato anormalità utilizzando diversi standard con questo metodo. la BSA è stato lo standard originale ed è quello che usualmente si trova con l'acquisto dei vari kit. Tuttavia, è stato notato che la BSA piuttosto che una risposta "normale" dà un'altra risposta e potrebbe non sempre essere affidabile. Svariati ricercatori tendono perciò ad usare l'immunoglobulina G (IgG) come standard.
Il CBBG si lega alle cuvette di quarzo abbastanza fortemente. Di conseguenza, dovrebbero essere utilizzate le cuvette di vetro o plastica.
Esistono due principali "formati" del saggio ognuno con un differente range di funzionalità.
Il microsaggio ottimizzato per concentrazioni proteiche che vanno da 1-20 microgrammi/microlitro ed il
macrosaggio ottimizzato per concentrazioni proteiche che vanno da 20 a 100 microgrammi/microlitro.
Generalmente è più conveniente usare il microformato e diluire la proteina fino al range di concentrazione. Il microsaggio consente di sprecare meno materiale e consente al concentrato di durare più a lungo.
Una considerazione: usare un pò di NaOH nel saggio per aiutare a solubilizzare la proteina (vale soprattutto per quelle idrofobiche, di membrana).
Quali sono i gruppi cromofori presenti nelle proteine?
A) Nei legami peptidici si osservano le seguenti transizioni:
1) n ® p* a 210-220 nm , dai livelli di non legame n a quelli di antilegame p*
2) p ® p* a 190-210 nm , da un livello di legame p ad uno di antilegame p*
3) n ® s* a 175 nm , dai livelli di non legame n a quelli di antilegame s*
B) Nelle catene laterali:
a parte le transizioni comuni al legame peptidico e quindi poco osservabili, sono da ricordare i gruppi aromatici (260-280 nm), Trp, Tyr, Phe
C) I gruppi prostetici
Quali sono i fattori che influenzano le proprietà di assorbimento di un cromoforo?
1) pH - il pH del solvente determina lo stato di ionizzazione di cromofori ionizzabili
2) la polarità - per cromofori polari, il valore di λmax per le transizioni n ® p* è minore in solventi polari (H2O, alcool) e maggiore in solventi non polari.
3) caratteristiche geometriche - la diversa organizzazione strutturale dei gruppi cromofori influenza fortemente sia ε che λmax.
Informazioni sull'accessibilità dei residui ionizzabili in proteine native.
Dal momento che modificando il pH cambia lo stato di ionizzazione dei cromofori ionizzabili, cambiano anche i rispettivi λmax e ε.
Perciò se cambiamo il PH:
a) se non si osservano cambi spettrali per questi cromofori a pH tali per cui devono essere in forma ionizzata, questo significa che sono nascosti in una regione non polare della proteina.
b) se il cambio spettrale è osservato significa che i cromofori in questione sono accessibili e, dall'esame delle curve di titolazione spettrofotometriche è possibile capire se si trovano in un intorno polare facilmente accessibile o in un intorno formato da residui apolari e poco accessibili al solvente.
Ad esempio questo è lo spettro di assorbimento della tirosina a pH 6 e 13. Nota che sia il λmax che il ε aumentano quando l'OH fenolico è dissociato.
Vediamo ora un ipotetica proteina contenente 5 tirosine
La curva A corrisponde all'ipotetica proteina che abbia tutte e 5 le tirosine esposte: lo spettro cambia in funzione del pH come lo spettro della tirosina libera
La curva C corrisponde all'ipotetica proteina che abbia 3 tirosine interne in un intorno polare facilmente accessibile al solvente
La curva B corrisponde all'ipotetica proteina che abbia 3 tirosine interne in un intorno non polare (non accessibile). Il valore del primo plateau è 2/5 del valore del plateau finale. Il profilo della curva si impenna a valori di pH elevati ad indicare che le 3 tirosine interne diventano esposte al solvente in seguito a denaturazione della proteina
Determinazione dell'accessibilità di gruppi cromofori in proteine native: perturbazione del solvente e spettroscopia differenziale
Solventi perturbanti: 80% H2O + 20% solvente apolare (dimetilsolfossido, diossano, etilenglicole, glicerolo)
Spettroscopia differenziale:
cuvetta 1: campione + H2O « cuvetta 2: campione + solvente perturbante
Uno spettro di differenza "non zero" si ottiene solo se il campione è perturbato dal solvente
ESEMPIO: determinazione della posizione dei Trp in una proteina
| campione in H2O | concentrazione=1M | lunghezza del cammino ottico =1 cm | ε280=5.6 x 10-3 M-1cm-1 | |
|
¯ |
||||
|
A280=0.028=28 x 10-3 |
quindi la proteina ha 28 x 10-3/5.6 x 10-3= 5 Trp totali | |||
| campione in 80% H2O + 20% solvente apolare | concentrazione=1M | lunghezza del cammino ottico =1 cm | ε292=0.2 x 10-2 M-1cm-1 | |
|
¯ |
||||
|
A292=0.006=0.6 x 10-2 |
quindi la proteina ha 0.6 x 10-2/0.2 x 10-2= 3 Trp perturbati dal solvente | gli altri 2 sono interni | ||
La scelta del perturbante si basa sulle dimensioni molecolari delle sue molecole.
ESEMPIO:
Nella prima figura entrambi i residui vengono modificati da una molecola piccola presente nel solvente
Nel secondo caso molecole di dimensioni maggiori possono interagire solamente coi residui di tirosina in posizioni esposte.
=> la tirosina presente nella fessura è modificata dalle molecole piccole ma non da quelle più grandi
 |
 |
La fluorescenza è un fenomeno di emissione in cui si misura la trasmissione energetica all'interno della molecola da un livello energetico più alto ad uno inferiore, rilevando la radiazione emessa piuttosto che quella assorbita.
Il principale vantaggio dell'utilizzo della fluorescenza rispetto alle misure di assorbimento è la maggiore sensibilità dal momento che il segnale di fluorescenza parte da un background pari a 0. Le applicazioni analitiche includono misurazioni quantitative di molecole in soluzione e l'impiego in cromatografie liquide.
Affinché vi sia fluorescenza la molecola deve essere "eccitata" mediante l'assorbimento di luce di lunghezza d'onda minore (cioè a maggiore energia) rispetto a quella emessa ( a minore energia). La differenza tra questi due lambda è nota come shift di Stokes ed i generale i migliori risultati sono ottenuti con quei composti che presentano degli spostamenti molto ampi. È possibile anche che un composto assorba nell'ultravioletto ed emetta nel visibile.
Transizioni tra livelli energetici elettronici molecolari:
Molte molecole organiche assorbono nel visibile e nell'U.V. ma solo poche di esse sono fluorescenti. Tuttavia molte di queste sono di interesse biologico. Gruppi fluorescenti nelle proteine sono:Trp, Tyr, Phe.
La fosforescenza è un fenomeno associato alla fluorescenza ma ha tempi di decadimento maggiori ed in genere permane anche quando l'energia di eccitazione non è più applicata.
Si definisce efficienza quantica: Q= quanti emessi/quanti assorbiti
e a basse concentrazioni (<10-5M) è valida la legge: If= k 2.3 I0 ελ c d Q
dove If=intensità di fluorescenza, I0= intensità radiazione incidente, ελ=coefficiente di estinzione molare alla lunghezza di assorbimento, c=concentrazione, d=cammino ottico, k= fattore geometrico strumentale
La relazione mostra che l'intensità della fluorescenza è linearmente proporzionale alla concentrazione dell'analita.
Determinare la concentrazione dalla fluorescenza emessa da un campione richiede la calibrazione del fluorimetro con uno standard (per determinare k e Q) o l'impiego di una curva di lavoro.
Un tipico fluorimetro contiene una sorgente d'eccitazione, una cella per il campione, un rilevatore. Le molecole in soluzione sono normalmente eccitate da raggi UV e la sorgente d'eccitazione è una lampada di deuterio o xenon. La luce proveniente dalla lampada passa attraverso un monocromatore. La fluorescenza viene dispersa da un'altro monocromatore e rivelata da un tubo fotomoltiplicatore.
